بررسی خواص ضدمیکروبی جلبک Dictyita cervicornis علیه چند سویه باکتری

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

دانشگاه دریانوردی و علوم دریایی چابهار

چکیده

زمینه و هدف: افزایش مقاومت باکتری‌های پاتوژن به آنتی بیوتیک‌ها و پیدایش بیماری‌های جدید از چالش‌های بشر است. از طرفی، فراوانی و تنوع متابولیت‌های ثانویه در جلبک دریایی، آن‌ها را به ماده‌ی اولیه برای ساخت دارو در صنعت تبدیل کرده است. عمده‌ی متابولیت‌های ثانویه‌ی جلبک‌های دریایی ترکیبات هالوژنه هستند که خواص ضدمیکروبی، ضدقارچی و ضدویروسی دارند.
مواد و روش‌ها:عمل عصاره‌گیری به‌وسیله‌ی حلال‌های آلی متانول و ان‌هگزان به دو روش اولتراسوند و خیساندن انجام شد. از آزمون-های انتشار دیسک، حداقل غلظت مهار کننندگی و حداقل غلظت کشندگی به منظور بررسی خواص ضدمیکروبی علیه باکتری‌های موردمطالعه استفاده شد. آنالیز داده‌ها از طریق آنالیز واریانس یک‌طرفه انجام شد.
یافته ها: باکتری لیستریا مونوسایتوژنز بیشترین میزان حساسیت را نسبت به عصاره‌ی ان‌هگزانی جلبک Dictyota cervicornis در رقت 5/1 (جرم/ حجم) از خود نشان داد که در مقایسه با سایر رقت‌ها اختلاف معنی داری نداشت (05/0 p>). عصاره‌های استخراج شده به روش خیساندن هیچ گونه هاله‌ی عدم رشدی علیه باکتری‌های مورد مطالعه ایجاد نکردند.
نتیجه گیری: با توجه به استاندارد‌ها عصاره‌های الکلی جلبک Dictyota cervicornis خاصیت ضدباکتریایی مطلوبی نداشتند اما در صورت خالص سازی ترکیبات عصاره، می‌توان به نتایج مطلوب‌تری رسید.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Antimicrobial properties of Dictyota cervicornis algae against several bacteria

نویسندگان [English]

  • Mostapha Ghafari
  • Ali Taheri
چکیده [English]

Background: Increasing the resistance of pathogenic bacteria to antibiotics is the new challenges for human Bing. Seaweeds are good sources of raw material for drug products due to the abundance and diversity of secondary metabolites. The major secondary metabolites of marine algae are halogenated compounds, which show antimicrobial, antifungal and antiviral properties.
Materials and Methods: The extraction procedure was conducted by maceration and ultrasounication with organic solvents include methanol and n-hexane. The disk diffusion test, MIC and MBC study was conducted to evaluate the antimicrobial properties against bacteria. Data analysis was performed by One Way ANOVA.
Results: In this study, Listeria monocytogenes showed highest sensitivity to n-hexanic extract of algae Dictyota cervicornis in 1/5 dilution W/V, in compare to the dilution of 1/10 and 1/15W/V (p>0.05). Soaking method extracts didn’t show any significant effect against the studied bacteria.
Conclusion: based on the results, n-Hexanic extract of the Dictyota cervicornis algae showed better antibacterial effects in compare to the Methanolic extract and soaking method. But if biochemical composition of the extract could be recognize, the antibacterial effect of the extract could be enhanced.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Dictyota cervicornis
  • methanolic extract
  • n-hexane
  • maceration method
  • ultrasound method
[1].    Dzidic S, Suskovic J, Kos B. Antibiotic resistance mechanisms in bacteria: biochemical and genetic aspects, antibiotic resistance in bacteria, food technol. Biotechnol. 2008: 11-21 .
[1].    Manilal A, Sujith S, Sabarathnam BS, Kiran G, Selvin J, Shakir C, Lipton A. Biological activity of the red alga Laurencia brandenii. ActaBot.Croat., 2011: 81-90.
[2].    Qiao J. Antibacterial effect of extracts from two icelandic algae (Ascophyllum nodosum and Laminaria digitata). Fisheries Training Programme. 2010: 1-37.
[3].    Nurul ZA, Darah I, Shaida SF, Nor SR. Screening for antimicrobial activity of various of A ccanthophora spicifera (Rhodomelaceae,Ceramiales) from Malaysian Waters. Research journal of Bioligical Science. 2010: 368-375.
[4].    Karthikeyan K, Shweta K, Jayanthi G, Prabhu K, Thirumaran G. Antimicrobial and antioxidant potential of selected seaweeds from Kodinar, Southern Coast of Saurashtra, Gujarat, India. Journal of Applied Pharmaceutical Science. 2015: 035-040.
[5].    Wang F,Yu Guo X, Ni Zhang N, Wu Y, Wu T, Gang Chen Z. Ultrasound-assisted extraction and purification of taurine from the red. Ultrasonics Sonochemistry. 2015: 36-42.
[6].    Mohammadpour Vashvaei R, Sepehri Z, Jahantigh M, Javadi F. Study the effect of ethanol extract of achillea, green tea and Ajowan on pseudomonas aeruginosa. International Journal of Advanced Biological and Biomedical Research. 2015: 145-148.
[7].    Hwan Eom S, Hong Park J, Ung Yu D, Il Choi J, Duck Choi J, Suk Lee M, Mog Kim Y. Antimicrobial Activity of Brown Alga Eisenia bicyclis against. Fisheries and Aquatic Science. 2011: 251-256.
[8].    Xiaoxi C. Determination of the minimum inhibitory concentrations (MICs) and the minimum bactericidal concentrations (MBCs) for a novel antibiotic. African Journal of Microbiology Research. 2011: 572-575.
[9].    Guenther E. The production of essential oils. Methods of distillation, enfleurage, maceration, and extraction with volatile solvents. The Essential Oils, Van Nostrand Co Inc(Reprint), Princeton, New Jersey. 1965: 92-5.
[10]. National Committee for Clinical Laboratory Standards (NCCLS). Methods for dilution antimicrobial susceptibility tests for bacteria that grow aerobically. 3rd ed. Approved Standard M7A6. NCCLS, Villanova, PA, USA. 2004.
[11]. Salvador N, Gomez garreta, A, Lavelli L, AntoniaRibera M. Antimicrobial activity of Iberian macroalgae. Scientia Marina. 2007: 101-113.
[12]. Demirel ZF, Yilmaz-koz F, N.Karabay-yavasoylu U, Ozdemir G, Sukatra A. Antimicrobial and antioxidant activity of brown algae from the Aegean Sea. Journal of the Serbian Chemical Society. 2009: 619-628.
[13]. Tuney I, Bilge hilal C, Unal D, Sukatra A. Antimicrobial activities of the extracts of marine algae from the coast of Urla (Izmir, Turkey). 2006: 171-175 .
[14]. U. Kadam S, K. Tiwari B, J. Smyth T, P. O’Donnell C. Optimization of ultrasound assisted extraction of bioactive components from brown seaweed Ascophyllum nodosum using response surface   methodology. Ultrasonics Sonochemistry. 2015: 308-316.
[15]. U. Kadam S, P. O’Donnell S, K. Rai D, B. Hossain M, M. Burgess C, Walsh D, K. Tiwari B. Laminarin from Irish Brown Seaweeds Ascophyllum nodosum and Laminaria hyperborea: Ultrasound Assisted Extraction, Characterization and Bioactivity. Marine Drugs. 2015: 4270-4280.
[16]. Hung Kuo C, Yuan Chen B, Chuan Liu Y, Ming J, Chang C, Shing Deng T, Hwa Chen J, Jen Shieh C. Optimized ultrasound-assisted extraction of phenolic compounds from polygonum cuspidatum. Molecules. 2014: 67-77.
[17]. Champa P, Whangchai N, Jaturonglumlert S, Nakao N, Whangchai K. Determination of phytochemical compound from spirogyra sp. using ultrasonic assisted extraction. International Journal of Geomate. 2016: 2391-2396 .
[18]. Rodrigues D, Sousa S, Silva A, Amorim M, Pereira L, P. Rocha-Santos T, M.P. Gomes MC, Duarte M, Cristina Freitas A. Impact of enzyme- and ultrasound-assisted extraction methods on biological properties of red, brown, and green seaweeds from the Central West Coast of Portugal. Agricultural & Food Chemistry. 2015: 3177-3188.
[19]. Wang L, L. Weller C. Recent advances in extraction of nutraceuticals from plants. Trends in Food Science & Technology. 2006: 300-312.
[20].  Gil-Chavez G, A.Villa J, Ayala-Zavala J, Heredia J, Sepulveda DM, Yahia E, Gonz´alez-Aguilar G. Technologies for extraction and production of bioactive compounds to be used as nutraceuticals and food ingredients: an overview. Institute of Food Technologists. 2012: 5-23.
[21]. Grosso C, Valentão P, Ferreres F, B. Andrade P. Alternative and efficient extraction methods for marine-derived vompounds. Mar. Drugs. 2015: 3182-3230.
[22]. Altemimi AG, Watson D, Choudhary RR, Dasari M, A. Lightfoot D. Ultrasound assisted extraction of phenolic compounds from peaches and pumpkins. Journal Pone. 2016: 1-20.
 
.
دوره 25، شماره 2
خرداد و تیر 1397
صفحه 241-249
  • تاریخ دریافت: 25 اسفند 1395
  • تاریخ بازنگری: 25 اردیبهشت 1396
  • تاریخ پذیرش: 19 تیر 1396
  • تاریخ اولین انتشار: 01 خرداد 1397